Nghiên cứu tạo que thử phát hiện nhanh kháng nguyên F1 của vi khuẩn Yersinia pestis

Hóa học & Kỹ thuật môi trường 
M. T. Thu, , L. Q. Hòa, “Nghiên cứu tạo que thử  của vi khuẩn Yersinia pestis.” 182 
NGHIÊN CỨU TẠO QUE THỬ PHÁT HIỆN NHANH KHÁNG 
NGUYÊN F1 CỦA VI KHUẨN YERSINIA PESTIS 
Mai Thị Thu1, Nguyễn Phượng Minh1*, Lê Trọng Tài1, Nguyễn Ngọc Hưng2 
 Phạm Tiến Dũng3, Lê Quang Hòa3* 
Tóm tắt: Vi khuẩn Yersinia pestis là tác nhân gây bệnh dịch hạch, một trong 
những loại bệnh truyền nhiễm tối nguy hiểm và có thể được sử dụng làm vũ khí sinh 
học có tính hủy diệt cao. Mục tiêu của nghiên cứu này là nhằm xây dựng quy trình 
chế tạo que thử phát hiện nhanh kháng nguyên nang F1 đặc trưng của Y. pestis dựa 
trên kỹ thuật sắc ký miễn dịch kẹp đôi. Để đạt được mục tiêu này, chúng tôi đã tiến 
hành khảo sát các thông số như loại và lượng kháng thể vạch thử nghiệm và kháng 
thể phát hiện cũng như loại đệm sử dụng khi chạy que thử. Các kết quả nghiên cứu 
đã chỉ ra rằng cấu hình tối ưu của que thử phát hiện kháng nguyên F1 là sử dụng 
kháng thể đơn dòng G20 tại vị trí vạch thử nghiệm, kháng thể đơn dòng 3YP8-
YPF19 làm kháng thể phát hiện gắn nano vàng và đệm chạy que thử là đệm PBS pH 
7,4 có bổ sung 0,5% BSA và 0,05% Tween 20. Liều lượng kháng thể G20 cần in lên 
màng là 2 µg/cm và thể tích cộng hợp phát hiện 3YP8-YPF19 cần sử dụng là 4 
µl/que thử. Với các thông số tối ưu này, que thử cho phép phát hiện kháng nguyên 
F1 tinh khiết ở ngưỡng phát hiện từ 1-5 ng/ml trong 15 phút. 
Từ khóa: Yersinia pestis, Kháng nguyên F1, Sắc ký miễn dịch. 
1. MỞ ĐẦU 
Dịch hạch là một bệnh truyền nhiễm tiến triển cấp tính, cực nguy hiểm do vi khuẩn 
Yersinia pestis gây ra. Bệnh lưu hành trong quần thể một số loài động vật gặm nhấm (chủ 
yếu là chuột) và bọ chét ký sinh trên chúng rồi từ đó lây truyền sang người qua trung gian 
bọ chét nhiễm khuẩn. Trong lịch sử loài người được ghi nhận cho đến nay, dịch hạch là 
loại bệnh truyền nhiễm với số ca tử vong cao nhất (khoảng 200 triệu ca) (Perry và 
Fetherston, 1997). Hiện nay, bệnh dịch hạch vẫn đang lưu hành rải rác tại một số quốc gia 
trên thế giới (CDC, 2017). Trong những năm gần đây, tại Việt Nam không ghi nhận trường 
hợp nào mắc bệnh dịch hạch. Tuy nhiên, trong bối cảnh giao thương toàn cầu hóa hiện 
nay, nguy cơ lây lan bệnh dịch hạch từ nước ngoài vào Việt Nam là hiện hữu. Mặt khác, vi 
khuẩn Y. pestis còn có thể được sử dụng làm vũ khí sinh học với tính hủy diệt rất lớn, gây 
lo ngại cho cộng đồng quốc tế đặc biệt trong thời điểm hiện nay khi các vụ khủng bố diễn 
ra liên tiếp trên thế giới. 
Về tác nhân gây bệnh, Y. pestis là trực khuẩn, Gram âm, không di động, không hình 
thành bào tử thuộc họ Enterobacteriaceae. Ở người và động vật, vi khuẩn này sinh trưởng 
trong đại thực bào, lan tràn trong các tế bào biểu mô sau đó lan ra toàn bộ cơ thể (Zhou và 
đồng tác giả, 2006). Khi lây nhiễm vào cơ thể, Y. pestis tiết ra một lượng lớn kháng 
nguyên nang F1, vốn có bản chất protein, vào máu và trong các hạch (Chanteau và đồng 
tác giả, 1998). Một đặc điểm đáng chú ý là chỉ có ở Y. pestis mới có kháng nguyên này. 
Do vậy, kháng nguyên F1 thường được sử dụng trong chẩn đoán bệnh dịch hạch hay phát 
hiện Y. pestis trong môi trường. 
Các phương pháp phân tích kháng nguyên F1 đều là các phương pháp miễn dịch trong 
đó phổ biến nhất là ELISA kẹp đôi và sắc ký miễn dịch kẹp đôi (Splettstoesser và đồng tác 
giả, 2004). Ưu điểm cơ bản của các phương pháp ELISA là có độ nhạy phát hiện cao và có 
khả năng định lượng (Splettstoesser và đồng tác giả, 2004). Tuy nhiên, điểm hạn chế của 
các phương pháp này là đòi hỏi trang thiết bị cùng trình độ kỹ thuật cao để tránh hiện 
tượng dương tính giả, và do đó, chỉ thích hợp với các phân tích tại phòng thí nghiệm, 
Nghiên cứu khoa học công nghệ 
Tạp chí Nghiên cứu KH&CN quân sự, Số 53, 02 - 2018 183
không có khả năng ứng dụng tại hiện trường. Trái lại, que thử nhanh sử dụng kỹ thuật sắc 
ký miễn dịch lại có quy trình phân tích rất đơn giản, không cần trang thiết bị do vậy rất 
thích hợp với các phép phân tích tại hiện trường; đáp ứng nhu cầu của các phân đội lính 
trinh sát làm nhiệm vụ tại các vùng rừng núi hẻo lánh. Nghiên cứu đầu tiên phát triển que 
thử nhanh phát hiện kháng nguyên nang F1 được công bố trên tạp chí danh tiếng Lancet 
vào năm 2003 (Chanteau và đồng tác giả, 2003). Bằng cách sử dụng hai kháng thể đơn 
dòng từ chuột, các tác giả đã tạo ra được que thử cho phép phát hiện F1 với ngưỡng rất 
thấp là 0,5 ng/ml trong vòng 15 phút. Cũng dựa trên kỹ thuật sắc ký miễn dịch kẹp đôi 
nhưng Tsui và đồng tác giả (2015) lại sử dụng hai kháng thể đa dòng từ thỏ để phát hiện 
F1. Ngưỡng phát hiện F1 của que thử trong nghiên cứu này chỉ đạt ở mức 50 ng/ml ứng 
với 105 CFU/ml của Y. pestis. Trên thị trường hiện cũng có một số loại sinh phẩm dựa trên 
kỹ thuật sắc ký miễn dịch cho phép phát hiện nhanh Y. pestis như BADD Plague (Y. pestis) 
Biowarfare Detection Test Kit của công ty AdVnt Biotechnologies (ngưỡng phát hiện: 105 
CFU/ml, giá: 257 USD/10 test); Plague BioDetect™ Test Strips của công ty Alexeter 
Technologies; IMASS của công ty BBI cho phép phát hiện đồng thời 8 tác nhân vũ khí sinh 
học bao gồm Y. pestis (ngưỡng phát hiện: 108 CFU/ml, giá: 1200 USD/10 test); BioThreat 
Alert® Test Strips của công ty Tetracore (ngưỡng phát hiện: 105-6 CFU/ml, giá: 605 USD/25 
test). Có thể nhận thấy rằng các bộ sinh phẩm thương mại có giá thành rất cao và ngưỡng 
phát hiện cũng ở mức trung bình khi so với công bố của Chanteau và đồng tác giả (2003). 
Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã xây dựng quy trình chế tạo que thử phát hiện nhanh 
kháng nguyên nang F1 của Y. pestis, góp phần cung cấp một công cụ phân tích nhanh vi 
khuẩn dịch hạch với độ nhạy cao và có giá thành phù hợp với điều kiện Việt Nam. 
2. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 
2.1. Vật liệu và hóa chất 
Các kháng thể đơn dòng 3YP8-YPF19, G20 và kháng nguyên nang F1 tinh khiết có 
nguồn gốc từ Antibodies-online. Màng nitrocellulose Hi-Flow Plus HF075 có nguồn gốc 
từ Millipore. Hạt nano vàng kích thước 40 nm có nguồn gốc từ Cytodiagnostics. Kháng 
thể kháng IgG từ chuột số hiệu M5899 và các hóa chất khác có nguồn gốc từ Sigma. 
2.2. Phương pháp nghiên cứu 
2.2.1. Tạo cộng hợp phát hiện kháng thể kháng F1 gắn nano vàng 
Cộng hợp phát hiện được chế tạo bằng phương pháp hấp phụ thụ động kháng thể lên 
trên bề mặt nano vàng theo hướng dẫn của nhà sản xuất Cytodiagnotics. Một cách cụ thể, 
500 µl bi vàng 1OD được trộn với 50 µl đệm HEPES 22 mM pH 7,0. Tiếp đó, 50 µl kháng 
thể đơn dòng nồng độ 5 mg/ml trong đệm borat 2 mM pH 8,5 được nhỏ từ từ vào bi vàng 
rồi đảo trộn ở nhiệt độ phòng trong 30 phút. Lượng kháng thể dư không bám lên bi vàng 
được loại bỏ bằng cách ly tâm ở 2500 g trong 30 phút và loại dịch nổi. Sau đó, tiến hành 
hai lần rửa bằng 1 ml đệm bảo quản có thành phần 10 mM PBS pH 7,5 và 0,1% BSA. 
Cuối cùng, cộng hợp được hòa tan lại trong 0,5 ml đệm bảo quản và giữ ở 4-8oC. 
2.2.2. Cố định kháng thể lên màng nitrocellulose 
Kháng thể đơn dòng 3YP8-YPF19 hoặc G20 trong đệm 5 mM borát (pH 8,5) được in 
phun lên vị trí vạch thử nghiệm trên màng nitrocellulose bằng thiết bị Linomat 5 
(CAMAG) theo phương pháp đã được miêu tả bởi Koets và đồng tác giả (2006). Lượng 
kháng thể đơn dòng được in phun biến đổi từ 0,5 đến 2 µg/cm màng. Đối với vạch kiểm 
chứng, kháng thể đa dòng M5899 trong đệm 5 mM borát (pH 8,5) được in phun với nồng 
độ 0,5 µg/cm màng. Vị trí cố định của vạch thử nghiệm và vạch kiểm chứng lần lượt là 14 
và 18 mm tính từ đầu que thử. Sau đó, màng được ủ ở 37°C qua đêm để làm khô. Sau khi 
gắn thêm giấy thấm, màng được cắt thành từng que thử có bề rộng là 4 mm bằng máy cắt 
Autokun Cutter. 
Hóa học & Kỹ thuật môi trường 
M. T. Thu, , L. Q. Hòa, “Nghiên cứu tạo que thử  của vi khuẩn Yersinia pestis.” 184 
2.2.3. Phân tích mẫu bằng que thử 
Phương pháp phân tích mẫu được thực hiện theo phương pháp đã được miêu tả bởi 
Koets và đồng tác giả (2006). Mẫu kháng nguyên F1 tinh khiết được pha loãng trong đệm 
chạy borát (100 mM borat, pH 8,5; 0,5% BSA; 0,05% Tween 20) hoặc đệm chạy phosphat 
(PBS pH 7,4; 0,5% BSA; 0,05% Tween 20) sau đó lấy 100 µl dung dịch nhận được trộn 
với cộng hợp phát hiện (1-8 µl) và cắm que thử vào ống. Quan sát kết quả sau 15 phút. Kết 
quả được coi là âm tính nếu chỉ xuất hiện vạch kiểm chứng. Ngược lại, kết quả được coi là 
dương tính nếu xuất hiện tín hiệu tại cả vạch thử nghiệm và vạch kiểm chứng. 
3. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 
3.1. Lựa chọn kháng thể vạch thử nghiệm và kháng thể phát hiện 
Cũng như các kỹ thuật miễn dịch khác, độ nhạy và độ đặc hiệu của sắc ký miễn dịch 
phụ thuộc rất nhiều vào các kháng thể sử dụng. Đặc biệt là đối với sắc ký miễn dịch, cần 
lựa chọn kháng thể có ái lực cao với kháng nguyên do thời gian tiếp xúc giữa kháng 
nguyên và kháng thể tại vị trí vạch thử nghiệm chỉ tính bằng giây thay vì giờ như trong kỹ 
thuật ELISA (Wong và Tse, 2009). Như đã trình bày ở trên, khi sử dụng hai kháng thể đơn 
dòng từ chuột, Chanteau và đồng tác giả (2003) đã tạo được que thử có khả năng phát hiện 
kháng nguyên F1 với ngưỡng là 0,5 ng/ml, trong khi đó, trong nghiên cứu của Tsui và 
đồng tác giả (2015), việc sử dụng hai kháng thể đa dòng từ thỏ cho ngưỡng phát hiện F1 
cao hơn 100 lần (50 ng/ml). Trong khuôn khổ của nghiên cứu này, hai kháng thể đơn dòng 
từ chuột với số hiệu 3YP8-YPF19 và G20 được lựa chọn do có ái lực cao với F1 theo 
thông số nhà sản xuất. Việc tiếp theo là cần xác định được kháng thể nào trong hai kháng 
thể thương mại 3YP8-YPF19 và G20 sẽ được in lên vạch thử nghiệm để tăng độ nhạy của 
que thử. Để tiến hành công việc này, hai kháng thể 3YP8-YPF19 và G20 đã được in riêng 
rẽ lên vị trí vạch thử nghiệm của hai loại que thử khác nhau với liều lượng đều là 1 µg/cm. 
Bên cạnh đó, các cộng hợp bi vàng của 3YP8-YPF19 và G20 cũng được tạo ra bằng 
phương pháp hấp phụ thụ động. Sau đó, sử dụng hai loại que thử với cấu hình lần lượt như 
sau (kháng thể vạch thử nghiệm G20 kết hợp với kháng thể phát hiện 3YP8-YPF19) và 
(kháng thể vạch thử nghiệm 3YP8-YPF19 kết hợp với kháng thể phát hiện G20) để phân 
tích mẫu kháng nguyên F1 tinh khiết được pha loãng trong đệm chạy borát về nồng độ 50 
ng/ml. Kết quả chạy que thử với các lượng cộng hợp khác nhau (hình 1) cho thấy tất cả 
các que thử đều cho vạch màu tại vị trí vạch thử nghiệm chứng tỏ cặp kháng thể 3YP8-
YPF19 và G20 nhận biết hai yếu tố quyết định kháng nguyên khác nhau trên protein F1. 
Cường độ màu tăng cùng với lượng cộng hợp phát hiện được sử dụng và đạt cực đại với 
que thử có G20 là kháng thể vạch thử nghiệm và 4 µl cộng hợp phát hiện 3YP8-YPF19. 
Như vậy, cấu hình tối ưu của que thử phát hiện kháng nguyên F1 trong trường hợp này sẽ 
là kháng thể đơn dòng G20 là kháng thể bắt cặp cần cố định tại vị trí vạch thử nghiệm, 
kháng thể đơn dòng 3YP8-YPF19 là kháng thể phát hiện cộng hợp với hạt nano vàng. 
Hình 1. Ảnh hưởng của loại kháng thể đến cường độ tín hiệu vạch thử nghiệm. 
1, 2 và 3: Que thử với G20 là kháng thể vạch thử nghiệm, thể tích cộng hợp phát hiện 
3YP8-YPF19 sử dụng lần lượt là 1; 2 và 4 µl; 
4, 5 và 6: Que thử với 3YP8-YPF19 là kháng thể vạch thử nghiệm, thể tích cộng hợp phát 
hiện G20 sử dụng lần lượt là 1; 2 và 4 µl. 
Nghiên cứu khoa học công nghệ 
Tạp chí Nghiên cứu KH&CN quân sự, Số 53, 02 - 2018 185
3.2. Lựa chọn đệm chạy que thử 
Trong các phương pháp miễn dịch, phản ứng kháng nguyên và kháng thể thường diễn 
ra trong đệm PBS với pH 7,4. Đây là điều kiện thích hợp để phần lớn các phản ứng kháng 
nguyên kháng thể có thể xảy ra với ái lực cao. Tuy nhiên, do kỹ thuật sắc ký miễn dịch 
không có giai đoạn rửa để loại bỏ các liên kết không đặc hiệu giữa cộng hợp phát hiện và 
kháng thể bắt cặp nên người ta thường sử dụng đệm borát pH 8,5 hoặc 8,8 làm đệm chạy 
que thử nhằm hạn chế phản ứng không đặc hiệu này (Koets và đồng tác giả, 2006). Do 
vậy, chúng tôi đã thử nghiệm hai loại đệm PBS pH 7,4 và borát pH 8,5 có bổ sung thêm 
0,5% BSA, 0,05% Tween 20 để phân tích mẫu âm tính và mẫu dương tính có nồng độ 50 
ng/ml. Kết quả chạy que thử (hình 2) cho thấy cả hai hệ đệm thử nghiệm đều cho kết quả 
chính xác (âm tính chỉ cho tín hiệu ở vạch kiểm chứng; dương tính cho tín hiệu ở cả vạch 
thử nghiệm và vạch kiểm chứng). Tuy nhiên, cường độ tín hiệu tại cả vị trí vạch thử 
nghiệm và vạch kiểm chứng khi chạy trên hệ đệm PBS pH 7,4 đều cao hơn so với khi chạy 
bằng hệ đệm borát pH 8,5. Điều này khẳng định một lần nữa đệm PBS pH 7,4 là hệ đệm 
tối ưu cho phản ứng kháng nguyên kháng thể xảy ra. 
Hình 2. Ảnh hưởng của hệ đệm đến cường độ tín hiệu trên que thử. 
1, 2: Mẫu âm tính và dương tính với F1 (50 ng/ml) khi chạy bằng đệm PBS pH 7,4; 
3, 4: Mẫu âm tính và dương tính với F1 (50 ng/ml) khi chạy bằng đệm borát pH 8,5. 
3.3. Tối ưu lượng kháng thể G20 in lên vị trí vạch thử nghiệm 
Như đã nói ở phần trên, do thời gian tiếp xúc giữa kháng nguyên và kháng thể tại vị trí 
vạch thử nghiệm chỉ tính bằng giây nên cần cố định một lượng lớn kháng thể tại vị trí vạch 
thử nghiệm để đảm bảo khả năng phản ứng ngay cả khi nồng độ kháng nguyên là nhỏ. Để 
xác định được lượng kháng thể tối ưu, chúng tôi đã tiến hành in phun 3 liều lượng kháng 
thể khác nhau lên màng là 0,5; 1 và 2 µg/cm. Sau đó, dùng các que thử này để phân tích 
mẫu kháng nguyên F1 có nồng độ 10 µg/ml. Kết quả chạy que thử ở hình 3 cho thấy cả 3 
loại que thử đều cho tín hiệu tại vị trí vạch thử nghiệm và vạch kiểm chứng. Tuy nhiên, 
cường độ tín hiệu vạch thử nghiệm là cao nhất ở que thử được in phun kháng thể G20 với 
liều lượng 2 µg/cm. Các thử nghiệm tiếp theo được tiến hành với thông số lượng kháng 
thể G20 cần in lên vị trí vạch thử nghiệm là 2 µg/cm. 
Hình 3. Ảnh hưởng của lượng kháng thể G20 in phun 
đến cường độ tín hiệu vạch thử nghiệm. 
1, 2 và 3: Lượng kháng thể in phun lần lượt là 0,5; 1 và 2 µg/cm. 
3.4. Tối ưu lượng cộng hợp phát hiện sử dụng 
Cũng tương tự như kháng thể vạch thử nghiệm, lượng cộng hợp phát hiện cũng phải đủ 
lớn để đảm bảo phản ứng giữa kháng thể phát hiện với F1. Chúng tôi đã thử nghiệm 4 
Hóa học & Kỹ thuật môi trường 
M. T. Thu, , L. Q. Hòa, “Nghiên cứu tạo que thử  của vi khuẩn Yersinia pestis.” 186 
lượng cộng hợp phát hiện 3YP8-YPF19 khác nhau là 1, 2, 4 và 8 µl để phân tích mẫu 
kháng nguyên F1 có nồng độ 10 µg/ml. Kết quả chạy que thử (hình 4) cho thấy từ lượng 
cộng hợp sử dụng là 4 µl trở lên đã có hiện tượng bão hòa tín hiệu. Do vậy, lượng cộng 
hợp phát hiện 3YP8-YPF19 được sử dụng cho mỗi que thử là 4 µl trong các thí nghiệm 
tiếp theo. 
Hình 4. Ảnh hưởng của lượng kháng thể phát hiện 3YP8-YPF19 
đến cường độ tín hiệu vạch thử nghiệm. 
1, 2, 3 và 4: Lượng cộng hợp phát hiện được sử dụng lần lượt là 1, 2, 4 và 8 µl. 
3.5. Xác định ngưỡng phát hiện của que thử với kháng nguyên F1 tinh khiết 
Như ở phần trên đã trình bày, các điều kiện tối ưu để tạo que thử là in phun kháng thể 
G20 lên vị trí vạch thử nghiệm với lượng 2 µg/cm, sử dụng 4 µl/que thử cộng hợp phát 
hiện 3YP8-YPF19 gắn hạt nano vàng, hệ đệm sử dụng là đệm PBS pH 7,4 có bổ sung 
0,5% BSA, 0,05% Tween 20. Để xác định ngưỡng phát hiện của que thử với kháng nguyên 
F1 tinh khiết, F1 được pha loãng trong đệm chạy đến các nồng độ 5; 2; 1; 0,5; 0,2; 0,1 
ng/ml và sau đó phân tích bằng que thử. Kết quả chạy que thử ở hình 5 cho thấy ở nồng độ 
F1 là 1 ng/ml đã xuất hiện tín hiệu tại vị trí vạch thử nghiệm nhưng mờ chỉ có thể quan sát 
được bằng mắt thường. Ở nồng độ F1 là 5 ng/ml, que thử cho tín hiệu rõ nét. Các kết quả 
này cho thấy ngưỡng phát hiện của que thử là nằm trong khoảng 1-5 ng/ml. 
Hình 5. Đánh giá ngưỡng phát hiện của quy thử. 
1, 2, 3, 4, 5, 6 và 7: Nồng độ F1 lần lượt là 0; 0,1; 0,2; 0,5; 1; 2 và 5 ng/ml. 
4. KẾT LUẬN 
Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã tạo thành công que thử phát hiện kháng nguyên 
nang F1, đặc hiệu cho vi khuẩn gây bệnh dịch hạch Y. pestis, với ngưỡng phát hiện nằm 
trong khoảng 1-5 ng/ml thấp hơn so với sinh phẩm thương mại hiện đang lưu hành. Giá 
thành của một que thử ước tính khoảng 90.000 đồng cũng rẻ hơn nhiều lần so với sinh 
phẩm nhập ngoại. Các nghiên cứu tiếp theo đang được tiến hành để xây dựng quy trình 
chuẩn bị mẫu và xác định độ đặc hiệu của que thử. 
Lời cảm ơn: Công trình được thực hiện bằng nguồn kinh phí Đề tài Nghiên cứu Khoa 
học Công nghệ cấp Bộ Quốc phòng theo Hợp đồng nghiên cứu khoa học và công nghệ cấp 
Bộ Quốc phòng, mã số đề tài: 216.33.051. 
TÀI LIỆU THAM KHẢO 
[1]. Centers for Disease Control and Prevetion. “Plague in the United States”. CDC 
(2017). 
[2]. Chanteau S., Rabarijaona L., O'Brien T., Rahalison L., Hager J., Boisier P., Burans J., 
Rasolomaharo M. “F1 antigenaemia in bubonic plague patients, a marker of gravity 
and efficacy of therapy”. Trans R Soc Trop Med Hyg, 92(5) (1998), tr: 572-573. 
Nghiên cứu khoa học công nghệ 
Tạp chí Nghiên cứu KH&CN quân sự, Số 53, 02 - 2018 187
[3]. Chanteau S., Rahalison L., Ralafiarisoa L., Foulon J., Ratsitorahina M., 
Ratsifasoamanana L., Carniel E., Nato F. “Development and testing of a rapid 
diagnostic test for bubonic and pneumonic plague”. Lancet, 361 (2003), tr. 211–216. 
[4]. Koets M., Sander I., Bogdanovic J., Doekes G., van Amerongen A. “A rapid lateral 
flow immunoassay for the detection of fungal alpha-amylase at the workplace”. J 
Environ Monit, 8 (2006), tr: 942-946. 
[5]. Splettstoesser W.D., Rahalison L., Grunow R., Neubauer H., Chanteau S. “Evaluation 
of a standardized F1 capsular antigen capture ELISA test kit for the rapid diagnosis 
of plague”. FEMS Immunol Med Microbiol. 41(2) (2004), tr: 149-155. 
[6]. Perry R.D., Fetherston J.D. “Yersinia pestis etiologic agent of plague”. Clin 
Microbiol Rev. 10(1) (1997), tr. 35-66. 
[7]. Tsui PY, Tsai HP, Chiao DJ, Liu CC, Shyu RH. “Rapid detection of Yersinia pestis 
recombinant fraction 1 capsular antigen”. Appl Microbiol Biotechnol, 99(18) (2015), 
tr: 7781-7789. 
[8]. Wong R. and Tse H, “Lateral Flow Immunoassay”, Humana Press (2009). 224 p. 
[9]. Zhou D., Han Y., Yang R. “Molecular and physiological insights into plague 
transmission, virulence and etiology”. Microbes Infect. 8(1) (2006), tr. 273-84. 
ABSTRACT 
DEVELOPMENT OF A NEW LATERAL FLOW IMMUNOASSAY FOR RAPID 
DETECTION OF YERSINIA PESTIS F1 ANTIGEN 
Yersinia pestis is the etiologic agent of plague, one of the most deadly infectious 
diseases in human history. It was responsible for millions of deaths over the world, 
and can be used as a highly lethal biological weapon. The objective of this study is 
to develop a new rapid test, based on sandwich lateral flow immunoassay, for the 
detection of F1 antigen which is specific to Y. pestis. In order to achieve this 
objective, we have determined the optimal format of the assay in which the anti-F1 
monoclonal antibody G20 is immobilized at the test line; the anti-F1 monoclonal 
antibody 3YP8-YPF19 is used as detection antibody and conjugated to gold 
nanoparticles and the running buffer is PBS pH 7.4 supplemented with 0.5% BSA 
and 0.05% Tween 20. Amounts of the capture antibody and detection conjugate 
were also optimized to increase the signal intensities at the test line. The detection 
limit of the optimized assay was between 1 and 5 ng/ml when using pure F1 antigen. 
The new assay has several advantages including rapidity (15 minutes to get the 
results), low cost (4 USD/test) and simplicity for on-site analysis. 
Keywords: Yersinia pestis, F1 antigen, Lateral flow immunoassay. 
Nhận bài ngày 09 tháng 10 năm 2017 
Hoàn thiện ngày 03 tháng 11 năm 2017 
Chấp nhận đăng ngày 26 tháng 02 năm 2018 
Địa chỉ: 1Viện Hóa học - Môi trường quân sự, Bộ Tư lệnh Hóa học; 
2Viện Vệ sinh Dịch tễ Tây Nguyên; 
3Viện Công nghệ Sinh học và Công nghệ Thực phẩm, Trường Đại học Bách khoa Hà Nội. 
* Email: nguyenminh_ctet@yahoo.com.vn; hoa.lequang@hust.edu.vn.