Thử nghiệm lâm sàng pha II truyền tế bào diệt tự nhiên nửa thuận hợp trong điều trị các bệnh ác tính tủy xương tái phát hoặc dai dẳng sau ghép tế bào gốc tạo máu đồng loài

 TCNCYH 114 (5) - 2018 131 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
THỬ NGHIỆM LÂM SÀNG PHA II TRUYỀN TẾ BÀO 
DIỆT TỰ NHIÊN NỬA THUẬN HỢP TRONG ĐIỀU TRỊ CÁC BỆNH 
ÁC TÍNH TỦY XƯƠNG TÁI PHÁT HOẶC DAI DẲNG 
SAU GHÉP TẾ BÀO GỐC TẠO MÁU ĐỒNG LOÀI 
Brian C. Shaffer, MD1, Jean-Benoit Le Ludec, PhD3, 
Christopher Forlenza, MD2, Ann A. Jakubowski, MD, PhD1, 
Miguel-Angel Perales, MD1, James W. Young, MD1,3, Katharine C. Hsu, MD, PhD1,3 
1Trung tâm Ung thư Memorial Sloan Kettering, Đơn vị Truyền máu & Ghép tủy, 
Đại học Y Weill Cornell, New York, NY 
2Trung tâm Ung thư Memorial Sloan Kettering, Khoa Nhi, Đơn vị Huyết học/Ung bướu, New York, NY 
3Học viện Sloan Kettering, New York, NY 
Người dịch: BS. Lương Hoàng Long* 
Hiệu đính: TS.BS. Nguyễn Thanh Bình 
Trường Đại học Y Hà Nội 
* Người dịch đã cố gắng truyền tải thông tin một cách sát nghĩa và dễ hiểu nhất đến với bạn đọc. Tuy 
nhiên cũng có thể xảy ra sai sót do chưa thống nhất về một số thuật ngữ và khái niệm mới. Chúng tôi không 
chịu trách nhiệm về bất kỳ sai sót y khoa nào khi tham khảo, trích dẫn bài dịch này. Mọi thông tin chính xác 
và đầy đủ nhất xin xem bài báo nguyên gốc theo link dưới đây: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/
PMC4801764/ (Biol Blood Marrow Transplant. 2016 Apr; 22(4): 705-709). 
TÓM TẮT 
Chúng tôi đã tiến hành nghiên cứu giai đoạn II để xác định hiệu quả của việc truyền tế bào diệt tự nhiên 
(NK) nửa thuận hợp HLA sau diệt tế bào lympho bằng cyclophosphamide cho bệnh nhân bạch cầu cấp dòng 
tủy (AML) tái phát hoặc Hội chứng rối loạn sinh tủy (MDS) sau ghép tế bào gốc tạo máu đồng loài. Tám 
bệnh nhân (2 với MDS, 6 với AML) đã được điều trị bằng cyclophosphamide 50 mg/kg vào ngày (−3) và 
ngày (−2) trước khi truyền các tế bào NK được phân lập từ người cho nửa thuận hợp HLA. Một bệnh nhân 
được truyền bổ sung fludarabine 25 mg/m2/d × 4 liều. Sáu liều 1 triệu đơn vị interleukin-2 (IL-2) được dùng 
vào những ngày xen kẽ bắt đầu từ ngày (−1). Số lượng tế bào NK truyền trung bình là 10,6 x 106/kg (khoảng 
4,3 - 22,4) và số lượng trung bình của tế bào CD3 là 2,1 × 103/kg (khoảng 1,9 - 40). Tế bào NK truyền được 
dung nạp tốt với thời gian trung bình để phục hồi bạch cầu trung tính trong 19 ngày và không xảy ra hiện 
tượng mảnh ghép chống vật chủ sau khi truyền. Một bệnh nhân với AML và một bệnh nhân với MDS đã có 
đáp ứng hoàn toàn với liệu pháp nhưng tái phát ở thời điểm 1,7 và 1,8 tháng. Một bệnh nhân với MDS đã hết 
các rối loạn về tạo máu nhưng vẫn tồn tại những bất thường về karyotype. Bệnh nhân này vẫn ổn định sau 
65 tháng điều trị tế bào NK. Thời gian sống trung bình là 12,9 tháng (0,8 - 65,3 tháng). Phân tích mọc mảnh 
ghép trên quần thể CD3−/CD56+ từ máu ngoại vi không thấy các tế bào NK nửa thuận hợp trong tuần hoàn 
sau khi truyền. Kiểu hình NK được phân tích trên bảy bệnh nhân trong và sau khi truyền IL-2. Chúng tôi thấy 
có xu hướng biểu hiện đối với dòng KIR2DL2/ 2DL3/ 2DS2 (5% so với 28%, P = 0,03) tại thời điểm 14 ngày 
ở bệnh nhân sống lâu hơn 6 tháng từ lúc truyền tế bào NK (N = 4) khi so sánh với những bệnh nhân sống 
dưới 6 tháng sau điều trị tế bào NK (N = 3). Tóm lại, những kết quả này nói lên tính an toàn của việc truyền 
tế bào NK nửa thuận hợp sau ghép tế bào gốc tạo máu đồng loài. 
 132 TCNCYH 114 (5) - 2018 
 TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
I. TỔNG QUAN 
Ghép tế bào tạo máu đồng loài (HCT) có 
thể làm thuyên giảm các bệnh lý ác tính phát 
sinh từ tế bào tiền thân dòng tủy như Hội 
chứng rối loạn sinh tủy (MDS), bệnh bạch cầu 
cấp dòng tủy (AML) hoặc bệnh bạch cầu mạn 
tính dòng tủy (CML). Điều này có thể do hiệu 
ứng Mảnh ghép chống Bệnh bạch cầu (Graft 
versus leukemia – GVL), được khởi động và 
điều hòa bởi các tế bào phản ứng của người 
cho, bao gồm tế bào T và tế bào diệt tự nhiên 
(NK) [1; 2]. Tuy nhiên, tái phát vẫn xảy ra ở 
40% bệnh nhân sau HCT. Những bệnh nhân 
này còn lại rất ít các lựa chọn điều trị [3; 4]. 
Hóa trị có thể áp dụng nhưng hiệu quả điều trị 
không cao và dung nạp kém do những bệnh 
nhân sau ghép thường có chức năng miễn 
dịch và thể lực suy giảm. Biện pháp thứ hai để 
xử trí tái phát là truyền các tế bào lympho của 
người cho chưa tinh sạch (Unmanipulated 
Donor Lymphocytes - DLI) để tăng tiềm năng 
cho GVL. DLI có hiệu quả làm giảm CML 
trong khoảng 70 - 90% số trường hợp; tuy 
nhiên, đối với MDS đáp ứng ít hơn so với 
AML [4 - 6]. Ngoài ra DLI cũng có thể gây ra 
hội chứng mảnh ghép chống vật chủ nghiêm 
trọng (GVHD), do đó cần thận trọng khi sử 
dụng. Các liệu pháp hiện có để điều trị bệnh 
ác tính tủy tái phát, đặc biệt là MDS và AML, 
có hiệu quả thấp và có thể gây ra các tác 
dụng phụ nghiêm trọng. Vì vậy, rất ít các bệnh 
nhân tái phát sau HCT có thể sống sót lâu dài. 
Các tế bào diệt tự nhiên (NK) đóng một vai 
trò quan trọng trong việc điều hòa hiệu ứng 
GVL chống lại các tế bào ác tính dòng tủy, 
đặc biệt là AML [7 - 12]. Một loạt các thụ thể 
kích hoạt và ức chế trên bề mặt tế bào T điều 
khiển hoạt động của NK chống lại các tế bào 
đích, bao gồm NKG2A, NKG2D, Các thụ thể 
độc tế bào, và các thụ thể giống Ig (KIR) [12; 
13]. Các thụ thể này được quan tâm nhiều 
hơn sau khi có một số báo cáo cho thấy kiểu 
gene KIR của người cho có liên quan đến tính 
đáp ứng của NK và khả năng kiểm soát bệnh 
bạch cầu cấp trên mô hình chuột và trên các 
bệnh nhân điều trị HCT [10; 14 - 16]. Các tế 
bào NK biểu hiện ngẫu nhiên các thụ thể KIR 
ức chế có khả năng tương tác với các epitope 
đặc hiệu trong HLA lớp I trên các tế bào đích. 
KIR2DL2/3 nhận biết HLA-C đặc trưng bởi 
Lys80 (kiểu HLA-C1); KIR2DL1 nhận biết HLA
-C đặc trưng bởi Asn80 (kiểu HLA-C2) và 
KIR3DL1 nhận dạng HLA-B và HLA-A allo-
types đặc trưng bởi típ Bw4 [17; 18]. Ngoài ra, 
thụ thể KIR2DS1 đang kích hoạt sẽ nhận biết 
được HLA-C2 [19]. Các tế bào ác tính do thiếu 
HLA có khả năng gắn vào các thụ thể ức chế 
KIR sẽ tạo ra một tín hiệu kích hoạt đối với 
các tế bào NK dẫn đến hiệu quả đáp ứng lớn 
hơn. Hiệu ứng này được cộng hưởng khi thụ 
thể ức chế KIR biểu hiện từ tế bào của người 
cho, dẫn đến hiện tượng kích hoạt các tế bào 
NK nhận diện các tế bào thiếu HLA [14]. Do 
vậy hoạt động của tế bào NK sẽ được tăng 
cường từ việc lựa chọn người cho không phù 
hợp HLA có chủ đích. 
Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã thử 
nghiệm xem các tế bào NK tinh khiết từ người 
cho nửa thuận hợp HLA có thể tạo hiệu ứng 
GVL mà không gây hội chứng mảnh ghép 
chống vật chủ (GVHD) ở những bệnh nhân bị 
bệnh ác tính tủy tái phát sau HCT hay không. 
Việc truyền các tế bào NK tinh khiết sẽ tạo ra 
hiệu quả gây độc cho dòng ác tính mà không 
Địa chỉ liên hệ: Lương Hoàng Long, Trường Đại học Y 
Hà Nội 
Email: [email protected] 
Ngày nhận: 8/4/2018 
Ngày được chấp thuận: 28/7/2018 
 TCNCYH 114 (5) - 2018 133 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
dẫn đến GVHD, một biến chứng thường gặp 
của DLI. Ngoài ra, việc sử dụng NK tinh khiết 
cho phép chọn những người cho không phù 
hợp HLA, với hiệu quả chống lại tế bào ác tính 
lớn hơn. Vì vậy, mục tiêu của nghiên cứu này 
là xác định tính khả thi và an toàn của việc 
truyền các tế bào NK nửa thuận hợp HLA cho 
bệnh nhân bị bệnh ác tính tủy xương đã tái 
phát sau HCT từ người trong gia đình hoặc 
người cho không cùng huyết thống. Biện pháp 
truyền như vậy được dung nạp tốt hơn nhờ 
tận dụng tình trạng cạn kiệt dòng tủy ở bệnh 
nhân sau HCT. 
II. ĐỐI TƯỢNG VÀ PHƯƠNG PHÁP 
Tiêu chuẩn lựa chọn, đánh giá đáp ứng 
và kế hoạch điều trị 
Bệnh nhân ở bất kỳ độ tuổi nào tái phát 
hoặc dai dẳng CML, MDS hoặc CML không rõ 
ràng sau HCT và những người được xác định 
là không đủ điều kiện cho HCT lần thứ hai đều 
có thể tham gia nghiên cứu này. 
Nghiên cứu được phê duyệt bởi Hội đồng 
Đạo đức trong nghiên cứu Y sinh của các cơ 
quan quản lý. Tất cả bệnh nhân đều tự 
nguyện chấp thuận tham gia nghiên cứu. 
Nghiên cứu đã được đăng ký tại Clinical-
Trial.gov với số đăng ký NCT00526292. Bệnh 
nhân cần phải có > 5% thâm nhiễm tủy xương 
được xác định bằng hình thái, karyotype hoặc 
lai huỳnh quang tại chỗ (FISH). Bệnh nhân có 
bệnh lý ngoài tủy không được tham gia nghiên 
cứu. Những bệnh nhân được điều trị tái phát 
bằng các phương pháp khác không bị loại 
khỏi nghiên cứu, miễn là bệnh nhân đáp ứng 
được tiêu chí tủy xương trước khi truyền NK. 
Bệnh nhân có GVHD không bị loại trừ miễn là 
họ không dùng thuốc ức chế miễn dịch hệ 
thống trong hai tuần trước khi bắt đầu điều trị. 
Độc tính được phân loại theo các tiêu chuẩn 
chung của Viện Ung thư Quốc gia về các biến 
cố bất lợi, v3.0. Các đáp ứng lâm sàng được 
đánh giá theo các tiêu chí đã được đề ra [20; 
21]. Đáp ứng được đánh giá bằng sinh thiết 
tủy vào các ngày +30, +100, +200 và +365. 
Ghép thành công được định nghĩa là ngày 
đầu tiên số lượng bạch cầu trung tính trong 
máu > 500 kéo dài trên 3 ngày liên tiếp. 
Liệu pháp ức chế tế bào, IL-2 và chăm 
sóc hỗ trợ 
Hóa trị liệu ức chế tế bào bao gồm cyclo-
phosphamide 50 mg/ kg/ ngày tiêm tĩnh mạch 
vào các ngày −3 và −2. Một bệnh nhân được 
dùng cyclophosphamide vào các ngày −6 và 
−5 đồng thời với fludarabine 25 mg/ m2 da/ 
ngày vào các ngày từ −6 đến −2. Để thúc đẩy 
sự nhân lên in vivo của tế bào NK, các bệnh 
nhân được dùng IL-2 với liều 1 triệu đơn vị/ 
m2 da mỗi 48 giờ với tổng cộng sáu liều bắt 
đầu từ ngày −1. Tế bào NK được truyền vào 
ngày thứ 0. Bệnh nhân được điều trị bằng 
thuốc kháng sinh dự phòng cho các loài Pneu-
mocystis jiroveci, Herpesviridae và Candida 
trong khi điều trị theo phác đồ của trung tâm. 
Lựa chọn người cho, tách bạch cầu và 
phân lập từ tính - miễn dịch dòng tế bào 
NK từ người cho 
Những người cho đủ điều kiện là các thành 
viên gia đình có HLA nửa thuận hợp đáp ứng 
tiêu chuẩn cho tế bào dựa trên nguyên tắc 
FACT / NMDP và chấp thuận tham gia hiến 
tặng. Tất cả người cho được định danh KIR 
như mô tả bên dưới. Sau đó thu hoạch bạch 
cầu máu ngoại vi trong 10-lít máu chạy qua 
máy (apheresis) 1 ngày trước ngày truyền. 
Các tế bào đơn nhân trong máu ngoại vi 
(PBMC) phân lập được sẽ được làm giàu tế 
 134 TCNCYH 114 (5) - 2018 
 TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
bào NK qua 2 bước trên thiết bị phân lập dòng 
tế bào CliniMACS (Miltenyi Biotech, Gladbach, 
Đức) như sau: PBMC lần đầu tiên sẽ loại bỏ 
CD3+ (hóa chất CD3, Miltenyi) Biotec, Au-
burn, CA). Sản phẩm tế bào âm tính đối với 
CD3 được thu thập, rửa sạch một lần và trải 
qua phân lập chủ động các tế bào CD56+ 
(hóa chất CD56, Miltenyi Biotec, Auburn, CA). 
Khả năng sống của tế bào được đánh giá và 
số lượng tuyệt đối của các loại tế bào được 
tính dựa trên các marker CD45+, CD3+ và 
CD56+. Cytokine không được sử dụng trong 
quá trình xử lý tế bào NK in vitro. Sản phẩm tế 
bào NK được coi là có thể chấp nhận được 
nếu tổng số lượng tế bào CD3+ không vượt 
quá 2 × 105/ kg trọng lượng cơ thể, làm giàu ≥ 
90% tế bào CD3−/CD56+, khả năng sống là ≥ 
70%, nội độc tố là ≤ 5 EU/ mL và mycoplasma, 
nhuộm gram và vi khuẩn/ nấm là âm tính. Các 
mẫu vô trùng từ sản phẩm cuối cùng được thu 
thập và nuôi cấy trong 14 ngày. 
Phân tích miễn dịch và điều kiện nuôi 
cấy tế bào 
Các tế bào đơn nhân máu ngoại vi (PBMC) 
được phân lập bằng ly tâm Ficoll theo gradient 
tỷ trọng. Các tế bào được nuôi cấy trong môi 
trường RPMI-1640 bổ sung huyết thanh phôi 
bò 10% bất hoạt, 100 U/mL penicillin, 100µg/
mL streptomycin, 1% natri pyruvate và 1% 2-
mercaptoethanol, bổ sung IL-2 người (Proleukin, 
Prometheus Laboratories Inc., San Diego, CA) 
ở nồng độ 200U/ ml và ủ ở 37°C với 5% CO2 
trong 12 đến 16 giờ trước khi đánh giá chức 
năng. CD107 và khả năng sản xuất IFN-γ nội 
bào được sử dụng làm chỉ số đánh giá sự 
kích hoạt tế bào hiệu ứng [22 - 24]. PBMCs 
(5 × 105/giếng) hoặc tế bào NK (1 × 105/ 
giếng) được ủ với dòng tế bào erythroleuke-
mia của người K562 (ATCC; Manassas, VA) 
đóng vai trò là các tế bào đích theo tỷ lệ tương 
ứng là 1:5 và 1:1 trong vòng 4 giờ trong plate 
96 giếng với 200 µL môi trường (được mô tả 
như trên) cho mỗi giếng. Kháng thể anti-
CD107a gắn APCH7 (dòng H4A3, BD Biosci-
ences; Franklin Lakes, NJ) được thêm vào 
từng giếng trước khi ủ. Các tế bào được 
nhuộm với CD3-BV650 (dòng SK7, BD Biosci-
ences), anti-CD56-ECD (dòng N901, Beck-
man Coulter; Brea, CA); anti-KIR2DL1/ 2DS1-
PEcy5.5 (dòng EB6B, Beckman Coulter), anti-
KIR2DL2 2DL3/ 2DS2-FITC (dòng CH-L, BD 
Biosciences), anti-KIR3DL1/ S1-APC (dòng 
Z27, Beckman Coulter), anti-KIR3DL1 – Alexa 
Fluor 700 (dòng DX9, Biolegend; San Diego, 
CA); anti- NKG2A-PEcy7 (dòng Z199, Beck-
man Coulter); anti-LIR-1-PE (dòng HP-F1, 
Beckman Coulter). Dùng cho đánh giá IFN-γ, 
brefeldin-A (2 µg/ ml, Sigma-Aldrich; St. Louis, 
MO) và GolgiStop (1 µg/ml, BD Biosciences) 
được thêm vào hỗn hợp sau 1 giờ ủ và 
FIX&PERM (Invitrogen; Carlsbad, CA) được 
sử dụng để nhuộm màu. Các tế bào được 
phân tích bằng cách sử dụng máy đếm tế bào 
dòng chảy FACS LSRFortessa với phần mềm 
FACS Diva (BD Biosciences). Kết quả được 
phân tích bằng phần mềm FlowJo (FlowJo; 
Ashland, OR) và GraphPad Prism (Phần mềm 
GraphPad; La Jolla, CA). 
III. KẾT QUẢ 
Quần thể nghiên cứu 
Trong quần thể nghiên cứu, độ tuổi trung 
bình của bệnh nhân là 19,0 tuổi (1,9 - 55,9 
tuổi). Bảy bệnh nhân đã trải qua ghép tế bào 
gốc tạo máu từ một anh chị em ruột phù hợp 
HLA và một bệnh nhân từ một người hiến 
tặng không cùng huyết thống. Thời gian trung 
bình tái phát bệnh sau ghép là 3,5 tháng (1 –
 TCNCYH 114 (5) - 2018 135 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
94 tháng). Thời gian trung bình từ khi ghép 
đến khi truyền tế bào NK là 6,8 tháng (3,9 –
152 tháng). Năm trong số tám bệnh nhân có 
hóa trị liệu trước khi truyền tế bào NK. Một 
bệnh nhân với AML ngoại tủy đã trải qua phẫu 
thuật nhưng vẫn còn bệnh vẫn tại thời điểm 
nghiên cứu. Một bệnh nhân được điều trị bằng 
azacytidine sau đó truyền các tế bào lympho 
của người cho mà không đáp ứng điều trị 
trước khi tham gia nghiên cứu. Hai bệnh nhân 
có GVHD ở da tại thời điểm tham gia nghiên 
cứu nhưng không cần điều trị ức chế miễn 
dịch toàn thân. Các bệnh nhân còn lại có suy 
sụp do ức chế miễn dịch toàn thân trước khi 
tham gia nghiên cứu mà không có bằng 
chứng về GVHD. 
Làm giàu tế bào NK 
Bạch cầu máu ngoại vi đã được thu thập 
thành công từ tất cả những người cho. Số 
lượng trung bình của tổng số tế bào có nhân 
(TNC) thu được là 130 × 108. Hàm lượng tế 
bào CD3−CD56+ dao động từ 4,7–10% TNC. 
Sau khi làm giàu, số lượng tế bào CD3+ còn 
lại chỉ chiếm < 0,1% sản phẩm tế bào trong tất 
cả các trường hợp. Liều trung bình của tế bào 
CD3+/ kg người nhận là 2,0 × 103/kg (0,9 – 
40 × 103) và CD3−CD56+ tế bào/ kg người 
nhận là 11 × 106 (4,3 – 22,4 × 106). Tỷ lệ sống 
của CD3−CD56+ dao động từ 82 - 100%. 
Đáp ứng, phục hồi bạch cầu trung tính 
và độc tính 
Sự sống sót của bệnh nhân được điều trị 
được biểu diễn trong hình 1A. Ba bệnh nhân 
đạt được đáp ứng hoàn toàn. Bệnh nhân số 5 
và 8 đáp ứng hoàn toàn sau điều trị, tuy nhiên 
tái phát sau 1,7 và 1,8 tháng sau điều trị. Cả 
hai bệnh nhân sống sót sau 20,2 tháng  ... ào với đáp 
ứng điều trị tổng thể. Biểu hiện của KIR ức 
chế không tăng lên ở bệnh nhân thiếu các 
phối tử tương ứng. Chúng tôi thấy một xu 
hướng nhỏ có biểu hiện mạnh hơn các 
KIR2DL2/ 2DL3/ 2DS2 (5% so với 28%, P = 
0,03) và LIR1 (8% so với 29%, P = 0,09) ở 
ngày thứ 14 ở những bệnh nhân có thời gian 
sống nhiều hơn 6 tháng sau truyền tế bào NK 
(N = 4) so với những người chết trong vòng 6 
tháng sau khi truyền (N = 3). Chức năng hoạt 
hóa của NK tại thời điểm ban đầu hay số 
lượng tế bào CD56+ trong máu ngoại vi đều 
không liên quan đến đáp ứng điều trị. 
B A 
Hình 2. Máu ngoại vi được lấy từ bệnh nhân sau truyền tế bào NK nửa thuận hợp. Đánh giá 
mọc mảnh ghép thể hiện sự hồi phục tế bào tự thân hoặc tế bào gốc tạo máu từ người cho 
ban đầu trên tất cả các đối tượng 
 TCNCYH 114 (5) - 2018 137 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
(A) Biểu hiện KIR trên các tế bào này là như nhau trong và sau khi truyền IL-2. (B) Tỉ lệ tế bào 
NK CD3-/CD56+ cũng như trình trạng hoạt động của chúng ổn định sau khi truyền tế bào NK nửa 
thuận hợp. Tình trạng hoạt hóa của NK được đánh giá qua biểu hiện CD107a và sự giải phóng 
INF- γ sau 24h ủ cùng với tế bào K562. 
IV. BÀN LUẬN 
Trong nghiên này, chúng tôi đánh giá hiệu 
quả điều trị trên tám bệnh nhân được điều trị 
bằng cyclophosphamide và tiếp theo là truyền 
các tế bào NK nửa thuận hợp đối với AML 
hoặc MDS tái phát sau ghép tế bào gốc tạo 
máu (HCT). Ở đây chúng tôi chứng minh có 
đáp ứng tạm thời ở 2 bệnh nhân và phục hồi 
hình thái của chứng loạn sản ở một người thứ 
ba. Những kết quả này phù hợp với các báo 
cáo khác trên những người được điều trị bằng 
truyền tế bào NK sau khi ghép tế bào gốc tạo 
máu [25; 26]. Một sự khác biệt quan trọng 
trong nghiên cứu của chúng tôi là sử dụng tế 
bào NK nửa thuận hợp HLA sau liệu pháp 
HCT phù hợp HLA. Mặc dù trải qua quá trình 
hóa trị suy giảm tế bào dòng tủy, chúng tôi ghi 
nhận không có trường hợp nào xảy ra GVHD 
sau khi truyền tế bào NK nửa thuận hợp. 
Những kết quả này thể hiện tính an toàn của 
sản phẩm tế bào NK trên các bệnh nhân có 
nguy cơ cao. 
Việc làm giàu hai bước thu được một sản 
phẩm tế bào NK rất tinh khiết với khả năng 
sống tốt như mô tả ở trên. Chúng tôi có thể 
đạt được liều tế bào NK cao hơn ở bệnh nhi 
so với bệnh nhân người lớn. Tuy nhiên, chưa 
có bằng chứng cho thấy số lượng các tế bào 
NK truyền lớn hơn sẽ cải thiện tốt hơn hiệu 
quả điều trị. Các báo cáo sơ bộ về các liệu 
pháp tế bào NK ở trẻ em cho thấy tỷ lệ đáp 
ứng tổng thể tốt hơn, có thể là do số lượng tế 
bào NK truyền cao hơn ở trẻ em; tuy nhiên, xu 
hướng này không xuất hiện trong các nghiên 
cứu nhỏ hơn của chúng tôi [27]. Một số nhóm 
nghiên cứu đang phát triển việc nuôi cấy ex 
vivo NK bằng cách sử dụng các môi trường 
nuôi cấy có và không có các tế bào nuôi 
(feeder cells) [28; 29]. Quan trọng hơn, những 
bằng chứng gần đây chỉ ra rằng một số 
phương pháp nuôi cấy ex vivo có thể làm tăng 
nguy cơ GVHD cấp tính sau khi truyền tế bào 
NK [32]. Các nghiên cứu tiếp theo đặc biệt là 
các nghiên cứu so sánh trong tương lai có thể 
hướng đến đánh giá các sản phẩm tế bào NK 
tươi so với các tế bào NK được nuôi cấy. 
Một hạn chế lớn đối với việc truyền tế bào 
NK là việc khó phát hiện tế bào NK của người 
cho sau khi truyền, được cho là do sự tồn tại 
không bền vững in vivo của các tế bào này 
[33]. Trong nghiên cứu này chúng tôi không 
phát hiện được các tế bào NK nửa thuận hợp 
của người cho trong bất kỳ ca bệnh nào. Sự 
thiếu bền vững của các tế bào NK được 
truyền có thể do số lượng tế bào truyền chưa 
đủ, ức chế từ các quần thể tế bào khác như tế 
bào ức chế T hoặc điều hòa, cạnh tranh 
cytokine với các quần thể tế bào lympho khác. 
Chúng tôi không đánh giá cytokine hay chức 
năng tế bào T điều hòa trong nghiên cứu này 
tuy nhiên liệu pháp IL-2 có thể làm tăng số 
lượng của chúng và dẫn đến việc ức chế hoạt 
động của tế bào NK. Bachanova và các đồng 
nghiệp gần đây đã báo cáo rằng liệu pháp 
hướng đến tế bào T-điều hòa với protein tái tổ 
hợp IL-2/độc tố bạch hầu có thể làm tăng tính 
bền vững của tế bào NK sau khi truyền [34]. 
Tuy khả thi, cách tiếp cận này đòi hỏi thận 
 138 TCNCYH 114 (5) - 2018 
 TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
trọng ở bệnh nhân sau HCT do nguy cơ tạo ra 
GVHD. Việc sử dụng các cytokine kích hoạt 
có thể gây GVHD trong bối cảnh các sản 
phẩm tế bào NK không đồng nhất [32]. Vì vậy, 
cần thận trọng, đặc biệt với việc sử dụng các 
sản phẩm tế bào không hòa hợp HLA đã 
được kích hoạt. Trong nghiên cứu này chúng 
tôi chỉ có thể chứng minh sự an toàn nhưng 
chưa chứng minh được tính hiệu quả. Để giải 
quyết vấn đề này, các tế bào NK có thể được 
sử dụng như một biện pháp dự phòng chống 
lại tái phát, một cách tiếp cận gần đây đã 
mang lại kết quả đầy hứa hẹn cho 16 bệnh 
nhân nhận tế bào NK sau khi ghép tế bào tạo 
máu có loại trừ dòng T [26]. 
Chúng tôi đã kiểm tra kiểu hình và chức 
năng của các tế bào NK máu sau khi truyền tế 
bào NK nửa thuận hợp. Nghiên cứu lại cho 
thấy rằng các tế bào NK nghiên cứu ở đây là 
người nhận hoặc người cho HCT đồng loài 
ban đầu, do đó, kết quả này phù hợp với tình 
trạng kích hoạt do điều trị IL-2 nhưng không 
phản ánh được chức năng của sản phẩm tế 
bào truyền. Chúng tôi không thấy bất kỳ xu 
hướng thay đổi nào trong kiểu hình NK, kể cả 
đối với KIR, ở những bệnh nhân có hoặc 
không có đáp ứng với điều trị. 
Chức năng của tế bào tác động tương đối 
ổn định theo thời gian và không liên quan đến 
đáp ứng lâm sàng của bệnh nhân. Điều thú vị 
là việc thiếu một phối tử KIR (HLA-C1, C2, 
hoặc Bw4) ở người nhận không liên quan đến 
sự phát triển của dòng tế bào KIR+ NK. Cỡ 
mẫu của chúng tôi còn nhỏ để có thể rút ra kết 
luận liên quan đến vai trò của việc thiếu phối 
tử trong việc truyền tế bào NK nửa thuận hợp. 
Curti và các đồng nghiệp đã điều trị cho 13 
bệnh nhân AML với các tế bào NK nửa thuận 
hợp sau truyền cyclophosphamide và fludara-
bine, sử dụng HLA của người nhận và biểu 
hiện gen KIR để lựa chọn người cho có KIR 
nhưng người nhận không có phối tử gắn với 
KIR đó. Một bệnh nhân đã có đáp ứng tạm 
thời và 3/6 bệnh nhân được điều trị có đáp 
ứng hoàn toàn và ổn định dài hạn. Những 
phát hiện này đòi hỏi các nghiên cứu quy mô 
lớn hơn để chứng minh rằng việc định danh 
KIR của người cho có thể được sử dụng để 
tăng hiệu quả của các sản phẩm tế bào NK 
được truyền hay không. 
Tóm lại, những kết quả này khẳng định 
tính an toàn của việc ứng dụng các tế bào NK 
nửa thuận hợp truyền cho các bệnh lý ác tính 
dòng tủy tái phát hoặc dai dẳng sau HCT. Các 
nỗ lực để cải thiện hiệu quả của liệu pháp này 
cần hướng đến việc chọn lọc người cho để tối 
đa hóa khả năng phản ứng của tế bào NK, tối 
ưu thời điểm truyền tế bào NK và các thao tác 
ex vivo khác để cải thiện số lượng và tình 
trạng hoạt hóa của NK. 
TÀI LIỆU THAM KHẢO 
1. Stern M, de Wreede LC, Brand R, van 
Biezen A et al (2014). Sensitivity of hemato-
logical malignancies to graft-versus-host ef-
fects: an EBMT megafile analysis. Leukemia, 
28(11), 2235 – 2240. 
2. Kolb HJ (2008). Graft-versus-leukemia 
effects of transplantation and donor lympho-
cytes. Blood, 112(12), 4371 – 4383. 
3. Barrett AJ, Battiwalla M (2010). Re-
lapse after allogeneic stem cell transplanta-
tion. Expert review of hematology, 3(4), 429–
441. 
4. Porter DL, Alyea EP, Antin JH, De-
Lima M et al (2010) NCI First International 
Workshop on the Biology, Prevention and 
Treatment of Relapse after Allogeneic Hema-
topoietic Stem Cell Transplantation: Report 
 TCNCYH 114 (5) - 2018 139 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
from the Committee on Treatment of Relapse 
after Allogeneic Hematopoietic Stem Cell 
Transplantation. Biology of blood and marrow 
transplantation: journal of the American Soci-
ety for Blood and Marrow Transplantation, 16
(11), 1467 – 503. 
5. Schmid C, Labopin M, Nagler A, Born-
hauser M et al (2007). Donor lymphocyte infu-
sion in the treatment of first hematological re-
lapse after allogeneic stem-cell transplantation 
in adults with acute myeloid leukemia: a retro-
spective risk factors analysis and comparison 
with other strategies by the EBMT Acute Leu-
kemia Working Party. Journal of clinical oncol-
ogy: official journal of the American Society of 
Clinical Oncology, 25(31), 4938 - 4945. 
6. Campregher PV, Gooley T, Scott BL, 
Moravec C et al (2007). Results of donor lym-
phocyte infusions for relapsed myelodysplastic 
syndrome after hematopoietic cell transplanta-
tion. Bone marrow transplantation, 40(10), 965 
– 971. 
7. Hsu KC, Keever-Taylor CA, Wilton A, 
Pinto C, Heller G, Arkun K, et al. (2005) Im-
proved outcome in HLA-identical sibling hema-
topoietic stem-cell transplantation for acute 
myelogenous leukemia predicted by KIR and 
HLA genotypes. Blood, 105(12), 878 – 884. 
8. Venstrom JM, Pittari G, Gooley TA, 
Chewning JH et al (2012). HLA-C-dependent 
prevention of leukemia relapse by donor acti-
vating KIR2DS1. The New England journal of 
medicine, 367(9), 805 – 816. 
9. Miller JS, Cooley S, Parham P, Farag 
SS et al (2007). Missing KIR ligands are asso-
ciated with less relapse and increased graft-
versus-host disease (GVHD) following unre-
lated donor allogeneic HCT. Blood, 109(11), 
5058 – 5061. 
10. Ruggeri L, Capanni M, Casucci M, 
Volpi I et al (1999). Role of natural killer cell 
alloreactivity in HLA-mismatched hematopoi-
etic stem cell transplantation. Blood, 94(1), 
333 – 339. 
11. Ruggeri L, Capanni M, Urbani E, Per-
ruccio K et al (2002). Effectiveness of donor 
natural killer cell alloreactivity in mismatched 
hematopoietic transplants. Science (New 
York, NY). 295(5562), 2097 – 2100. 
12. Dupont B, Hsu KC (2004). Inhibitory 
killer Ig-like receptor genes and human leuko-
cyte antigen class I ligands in haematopoietic 
stem cell transplantation. Current opinion in 
immunology, 16(5), 634 – 43. 
13. Kruse PH, Matta J, Ugolini S, Vivier 
E (2014). Natural cytotoxicity receptors and 
their ligands. Immunology and cell biology, 92
(3), 221 – 9. 
14. Ruggeri L, Mancusi A, Capanni M, 
Urbani E et al (2007). Donor natural killer cell 
allorecognition of missing self in haploidentical 
hematopoietic transplantation for acute mye-
loid leukemia: challenging its predictive value. 
Blood, 110(1), 433 – 440. 
15. Bix M, Liao NS, Zijlstra M, Loring J, 
Jaenisch R, Raulet D (1991). Rejection of 
class I MHC-deficient haemopoietic cells by 
irradiated MHC-matched mice. Nature, 349
(6307), 329 – 331. 
16. Karre K, Ljunggren HG, Piontek G, 
Kiessling R (1986). Selective rejection of H-2-
deficient lymphoma variants suggests alterna-
tive immune defence strategy. Nature, 319
(6055), 675 – 678. 
17. Hsu KC, Chida S, Geraghty DE, Du-
pont B (2002). The killer cell immunoglobulin-
like receptor (KIR) genomic region: gene-
order, haplotypes and allelic polymorphism. 
Immunological reviews, 190, 40 – 52. 
18. Raulet DH, Vance RE, McMahon 
CW. Regulation of the natural killer (2001). 
cell receptor repertoire. Annual review of im-
munology, 19, 291 – 330. 
 140 TCNCYH 114 (5) - 2018 
 TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
19. Chewning JH, Gudme CN, Hsu KC, 
Selvakumar A, Dupont B (2007). KIR2DS1-
positive NK cells mediate alloresponse against 
the C2 HLA-KIR ligand group in vitro. Journal 
of immunology (Baltimore, Md: 1950), 179(2), 
854 – 868. 
20. Cheson BD, Bennett JM, Kopecky 
KJ, Buchner T et al (2003). Revised recom-
mendations of the International Working 
Group for Diagnosis, Standardization of Re-
sponse Criteria, Treatment Outcomes, and 
Reporting Standards for Therapeutic Trials in 
Acute Myeloid Leukemia. Journal of clinical 
oncology: official journal of the American Soci-
ety of Clinical Oncology, 21(24), 4642 – 4649. 
21. Cheson BD, Bennett JM, Kantarjian 
H, Pinto A et al (2000). Report of an interna-
tional working group to standardize response 
criteria for myelodysplastic syndromes. Blood, 
96(12), 3671 – 3674. [PubMed: 11090046] 
22. Bryceson YT, March ME, Barber DF, 
Ljunggren HG, Long EO (2005). Cytolytic 
granule polarization and degranulation con-
trolled by different receptors in resting NK 
cells. The Journal of experimental medicine. 
202(7), 1001 – 12. [PubMed: 16203869] 
23. Rubio V, Stuge TB, Singh N, Betts 
MR et al (2003). Ex vivo identification, isola-
tion and analysis of tumor-cytolytic T cells. 
Nature medicine, 9(11), 1377 - 1382. 
24. Wolint P, Betts MR, Koup RA, Oxen-
ius A (2004). Immediate cytotoxicity but not 
degranulation distinguishes effector and mem-
ory subsets of CD8+ T cells. The Journal of 
experimental medicine, 199(7), 925 – 936. 
[PubMed: 15051762]. 
25. Passweg JR, Tichelli A, Meyer-
Monard S et al (2004). Purified donor NK-
lymphocyte infusion to consolidate engraft-
ment after haploidentical stem cell transplanta-
tion. Leukemia, 18(11), 1835 – 1838. [PubMed: 
15457184]. 
26. Stern M, Passweg JR, Meyer-Monard 
S, Esser R et al (2013). Pre-emptive immuno-
therapy with purified natural killer cells after 
haploidentical SCT: a prospective phase II 
study in two centers. Bone marrow transplan-
tation, 48(3), 433 – 438. [PubMed: 22941380] 
27. Koehl U, Sorensen J, Esser R, 
Zimmermann S et al (2004). IL-2 activated 
NK cell immunotherapy of three children after 
haploidentical stem cell transplantation. Blood 
cells, molecules & diseases. 33(3), 261 – 266. 
28. Fujisaki H, Kakuda H, Shimasaki N, 
Imai C et al (2009). Expansion of highly cyto-
toxic human natural killer cells for cancer cell 
therapy. Cancer research, 69(9), 4010 – 4017. 
29. Denman CJ, Senyukov VV, Soman-
chi SS, Phatarpekar PV et al (2012). Mem-
brane-bound IL-21 promotes sustained ex vivo 
proliferation of human natural killer cells. PloS 
one, 7(1), e30264. 
30. Lim SA, Kim TJ, Lee JE, Sonn CH et 
al (2013). Ex vivo expansion of highly cyto-
toxic human NK cells by cocultivation with irra-
diated tumor cells for adoptive immunother-
apy. Cancer research, 73(8), 2598 – 2607. 
31. Berg M, Lundqvist A, McCoy P Jr, 
Samsel L et al (2009). Clinical-grade ex vivo-
expanded human natural killer cells up-
regulate activating receptors and death recep-
tor ligands and have enhanced cytolytic activ-
ity against tumor cells. Cytotherapy, 11(3), 341
– 355. 
32. Shah NN, Baird K, Delbrook CP, Flei-
sher TA et al (2015). Acute GVHD in patients 
receiving IL-15/4-1BBL activated NK cells fol-
lowing T-cell-depleted stem cell transplanta-
tion. Blood, 125(5), 784 - 92. 
33. Bachanova V, Burns LJ, McKenna 
DH, Curtsinger J et al (2010). Allogeneic 
 TCNCYH 114 (5) - 2018 141 
TẠP CHÍ NGHIÊN CỨU Y HỌC 
natural killer cells for refractory lymphoma. 
Cancer immunology, immunotherapy: CII. 
2010; 59(11), 1739 – 1744. 
34. Bachanova V, Cooley S, Defor TE, 
Verneris MR et al (2014). Clearance of acute 
myeloid leukemia by haploidentical natural 
killer cells is improved using IL-2 diphtheria 
toxin fusion protein, 19, 3855 – 3863.